Протипухлинні препарати подвійної дії для подолання набутої стійкості злоякісних клітин до хіміотерапії
За матеріалами наукового повідомлення на засіданні Президії НАН України 22 грудня 2021 року
DOI:
https://doi.org/10.15407/visn2022.02.064Ключові слова:
стійкість пухлин до ліків, активні форми кисню, тіоли, ландоміцини, апоптозАнотація
Проведено дослідження молекулярних механізмів, що лежать в основі унікальної здатності ангуциклінових антибіотиків родини ландоміцинів долати набуту стійкість злоякісних клітин до хіміотерапії, зумовлену різними чинниками. Показано, що цей феномен ґрунтується на ранній індукцїі пероксиду водню у злоякісних клітинах без участі мітохондрій та специфічному зв’язуванні цих антибіотиків з клітинними тіолами. Оскільки стійкість до хіміотерапії, як правило, асоційована зі зростанням клітинного рівня глутатіону, підвищена афінність ландоміцинів до тіолів може пояснити вибірковість їх дії на злоякісні клітини, резистентні до ліків.
Посилання
Crawford S. Is it time for a new paradigm for systemic cancer treatment? Lessons from a century of cancer chemo-therapy. Front. Pharmacol. 2013. 4: 68. https://doi.org/10.3389/fphar.2013.00068
Pirker R., Pereira J.R., Szczesna A. et al. Cetuximab plus chemotherapy in patients with advanced non-small-cell lung cancer (FLEX): an open-label randomised phase III trial. Lancet. 2009. 373(9674): 1525—1531. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(09)60569-9
Chaiswing L., St Clair W.H., St Clair D.K. Redox Paradox: A Novel Approach to Therapeutics-Resistant Cancer. Anti-oxid. Redox Signal. 2018. 29(13): 1237—1272. https://doi.org/10.1089/ars.2017.7485
Farge T., Saland E., de Toni F. et al. Chemotherapy-Resistant Human Acute Myeloid Leukemia Cells Are Not En-riched for Leukemic Stem Cells but Require Oxidative Metabolism. Cancer Discov. 2017. 7(7): 716—735. https://doi.org/10.1158/2159-8290.CD-16-0441
Hirpara J.L., Subramaniam K., Bellot G. et al. Superoxide induced inhibition of death receptor signaling is mediated via induced expression of apoptosis inhibitory protein cFLIP. Redox Biol. 2020. 30: 101403. https://doi.org/10.1016/j.redox.2019.101403
Ghigo A., Li M., Hirsch E. New signal transduction paradigms in anthracycline-induced cardiotoxicity. Biochim. Bio-phys. Acta. 2016. 1863(7B): 1916—1925. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2016.01.021
Murabito A., Hirsch E., Ghigo A. Mechanisms of Anthracycline-Induced Cardiotoxicity: Is Mitochondrial Dysfunction the Answer? Front. Cardiovasc. Med. 2020. 7: 35. https://doi.org/10.3389/fcvm.2020.00035
Martins-Teixeira M.B., Carvalho I. Antitumour Anthracyclines: Progress and Perspectives. Chem. Med. Chem. 2020. 15(11): 933—948. https://doi.org/10.1002/cmdc.202000131
Wang K., Jiang J., Lei Y., Zhou S., Wei Y., Huang C. Targeting Metabolic–Redox Circuits for Cancer Therapy. Trends Biochem. Sci. 2019. 44(5): 401—414. https://doi.org/10.1016/j.tibs.2019.01.001
Benhar M. Oxidants, Antioxidants and Thiol Redox Switches in the Control of Regulated Cell Death Pathways. Anti-oxidants (Basel). 2020. 9(4): 309. https://doi.org/10.3390/antiox9040309
Gamcsik M.P., Kasibhatla M.S., Teeter S.D., Colvin O.M. Glutathione levels in human tumors. Biomarkers. 2012. 17(8): 671—691. https://doi.org/10.3109/1354750X.2012.715672
Chiou T.J., Tzeng W.F. The roles of glutathione and antioxidant enzymes in menadione-induced oxidative stress. Toxicology. 2000. 154(1-3): 75—84. https://doi.org/10.1016/S0300-483X(00)00321-8
Loor G., Kondapalli J., Schriewer J.M., Chandel N.S., Vanden Hoek T.L., Schumacker P.T. Menadione triggers cell death through ROS-dependent mechanisms involving PARP activation without requiring apoptosis. Free Radic. Biol. Med. 2010. 49(12): 1925—1936. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2010.09.021
Tetef M., Margolin K., Ahn C. et al. Mitomycin C and menadione for the treatment of advanced gastrointestinal cancers: a phase II trial. J. Cancer Res. Clin. Oncol. 1995. 121(2): 103—106. https://doi.org/10.1007/BF01202221
Korynevska A.., Heffeter P., Matselyukh B., Elbling L., Micksche M., Stoika R., Berger W. Mechanisms underlying the anticancer activities of the angucycline landomycin E. Biochem. Pharmacol. 2007. 74(12): 1713—1726. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2007.08.026
Panchuk R. Signaling pathways involved in apoptosis induced by novel angucycline antibiotic landomycin E in Jurkat T-leukemia cells. Biopolym. Cell. 2011. 27(2): 124—131. http://dx.doi.org/10.7124/bc.00008B
Panchuk R.R., Lehka L.V., Matselyukh B.P., Kril’ I.Y., Stoika R.S. Search for and identification of molecular targets of angucycline antibiotic landomycin E in human tumor cells. Studia Biologica. 2012. 6(1): 5—19. http://dx.doi.org/10.30970/sbi.0601.194 .
Jiang F., Zhang Y., Dusting G.J. NADPH oxidase-mediated redox signaling: roles in cellular stress response, stress tolerance, and tissue repair. Pharmacol. Rev. 2011. 63(1): 218—242. https://doi.org/10.1124/pr.110.002980
Ross D., Siegel D. NAD(P)H:quinone oxidoreductase 1 (NQO1, DT-diaphorase), functions and pharmacogenetics. Methods Enzymol. 2004. 382: 115—144. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(04)82008-1
Iskander K., Jaiswal A.K. Quinone oxidoreductases in protection against myelogenous hyperplasia and benzene toxicity. Chem. Biol. Interact. 2005. 153-154: 147—157. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2005.03.019
Pink J.J., Planchon S.M., Tagliarino C., Varnes M.E., Siegel D., Boothman D.A. NAD(P)H:Quinone oxidoreductase activity is the principal determinant of beta-lapachone cytotoxicity. J. Biol. Chem. 2000. 275(8): 5416—5424. https://doi.org/10.1074/jbc.275.8.5416
Terenzi A., La Franca M., van Schoonhoven S. et al. Landomycins as glutathione-depleting agents and natural fluo-rescent probes for cellular Michael adduct-dependent quinone metabolism. Commun. Chem. 2021. 4(1): 162. https://doi.org/10.1038/s42004-021-00600-4
Lehka L., Panchuk R., Berger W., Rohr J., Stoika R. The role of reactive oxygen species in tumor cells apoptosis in-duced by landomycin A. Ukr. Biochem. J. 2014. 87(5): 72—82. https://doi.org/10.15407/ubj87.05.072
Watanabe N., Forman H.J. Autoxidation of extracellular hydroquinones is a causative event for the cytotoxicity of menadione and DMNQ in A549-S cells. Arch. Biochem. Biophys. 2003. 411(1): 145—157. https://doi.org/10.1016/S0003-9861(02)00716-6
Gong X., Gutala R., Jaiswal A.K. Quinone oxidoreductases and vitamin K metabolism. Vitam. Horm. 2008. 78: 85—101. https://doi.org/10.1016/S0083-6729(07)00005-2
Panchuk R.R., Lehka L.V., Terenzi A. et al. Rapid generation of hydrogen peroxide contributes to the complex cell death induction by the angucycline antibiotic landomycin E. Free Radic. Biol. Med. 2017. 106: 134—147. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2017.02.024
Bienert G.P., Chaumont F. Aquaporin-facilitated transmembrane diffusion of hydrogen peroxide. Biochim. Biophys. Acta. 2014. 1840(5): 1596—1604. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2013.09.017
Lustgarten M.S., Bhattacharya A., Muller F.L., Jang Y.C., Shimizu T., Shirasawa T., Richardson A., Van Remme H. Complex I generated, mitochondrial matrix-directed superoxide is released from the mitochondria through voltage dependent anion channels. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2012. 422(3): 515—521. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2012.05.055
Forman H.J., Zhang H., Rinna A. Glutathione: overview of its protective roles, measurement, and biosynthesis. Mol. Aspects Med. 2009. 30(1-2): 1—12. https://doi.org/10.1016/j.mam.2008.08.006
Dickinson D.A., Forman H.J. Cellular glutathione and thiols metabolism. Biochem. Pharmacol. 2002. 64(5-6): 1019—1026. https://doi.org/10.1016/S0006-2952(02)01172-3
Gottesman M.M., Fojo T., Bates S.E. Multidrug resistance in cancer: role of ATP-dependent transporters. Nat. Rev. Cancer. 2002. 2(1): 48—58. https://doi.org/10.1038/nrc706
Griffith O.W. Mechanism of action, metabolism, and toxicity of buthionine sulfoximine and its higher homologs, potent inhibitors of glutathione synthesis. J. Biol. Chem. 1982. 257(22): 13704—13712.
